Mačací koronavírus a FIP u nedomestikovaných druhov mačiek

1.4.2021, Preklad 8.5.2021
Stout, Alison E., André, Nicole M., and Whittaker, Gary R.
Pôvodný článok: FELINE CORONAVIRUS AND FELINE INFECTIOUS PERITONITIS IN NONDOMESTIC FELID SPECIES

Abstrakt

Mačací koronavírus (FCoV) je hlásený po celom svete a je známe, že spôsobuje ochorenie domestikovaných i nedomestikovaných druhov mačiek. Aj keď FCoV často vedie k miernemu či subklinickému ochoreniu, malá podskupina mačiek podľahne smrteľnej systémovej chorobe, mačacej infekčnej peritonitíde (FIP). Vypuknutie FIP u gepardov (Acinonyx jubatus) v zoologickej zbierke upozornilo na zničujúci účinok zavlečenia FCoV do skupiny zvierat. Okrem gepardov bola FIP zaznamenaná aj u európskych divých mačiek (Felis silvestris), tigra (Panthera tigris), leva horského (Puma concolor) a leva (Panthera leo). Tento článok je prehľadom hlásených prípadov FIP u nedomestikovaných druhov mačiek a upozorňuje na FCoV v populáciách nedomestikovaných mačiek.

Úvod

Infekčné choroby predstavujú významné nebezpečenstvo pre zachovanie voľne žijúcich živočíchov.⁷⁴ Fragmentácia pôdy predstavuje potenciál pre umožnenie vzniku oblastí s vyššou hustotou populácie zvierat v prirodzených biotopoch, ako je obvyklé, a rozširovanie miest môže zvýšiť interakciu divých mačkovitých šelem s domácimi mačkami.¹⁵ Nedávno pandémia COVID-19 upozornila i na nedomestikované mačkovité šelmy, keď bol koronavírus SARS-CoV-2 prvýkrát zistený u tigra (Panthera tigris) v zoologickej záhrade v Bronxe v New Yorku, NY, s následnými prípadmi diagnostikovanými u iných mačiek chovaných v zajatí v tej istej zoo; ¹²² hoci sa stav týchto zvierat od diagnózy zlepšil, koronavírusy zostávajú predmetom záujmu o zdravie mačiek v domácom aj nedomácom prostredí.

Infekcie mačacím koronavírusom sú v populácii domácich mačiek v súčasnosti výrazne rozšírené. ¹⁷ U väčšiny domácich mačiek je ochorenie buď asymptomatické, alebo sa prejavuje ako samolimitujúca mierna hnačka. ⁸³ U malej podskupiny mačiek však dochádza k „vnútornej mutácii“, ktorá vedie k tropizmu makrofágov⁴⁶, pričom tieto mačky podľahnú systémovému ochoreniu známemu ako FIP. ^9,60,99 FCoV klasifikovaný ako alfacoronavírus (druh alfacoronavírus-1) možno rozdeliť do dvoch biotypov: benígny mačací enterický koronavírus, alebo vírus smrteľnej infekčnej peritonitídy mačiek (FIPV) .⁸² Ďalej je možné vírus klasifikovať podľa sérotypu ako mačací koronavírus typu I alebo typu II.⁵² Tieto vírusové typy sa pôvodne rozlišovali na základe odlišnej protilátkovej odpovede, ale v poslednej dobe sa navrhuje, aby boli považované za odlišné genetické kmene na základe ich spike glykoproteínov.⁶⁸ Vírusy typu II sú pri prírodných infekciách omnoho menej bežné, napriek tomu sa ľahšie izolujú a množia v systémoch bunkových kultúr, a tak boli charakterizované podrobnejšie. Vírus typu II sa považuje za odvodený z dvojitej homológnej rekombinácie medzi pôvodným typom FCoV a psím koronavírusom.⁴⁶

Vírusový spike (hrotový) proteín je hnacím mechanizmom bunkového tropizmu a patogenézy. Je známe, že FCoV receptorom typu II je mačacia aminopeptidáza (fAPN), ¹¹⁴ kým vírusy typu I majú odlišný a zatiaľ neznámy receptor. ²¹ Ďalšia vlastnosť rozlišujúca medzi týmito dvoma vírusovými typmi spočíva v procese aktivácie fúzie, vírus typu I obsahuje dva proteolytické aktivačné body(v miestach S1/S2 a S29), kým vírus typu II má jediný štiepny bod S29.⁵² Aj keď je známe, že oba sérotypy spôsobujú FIP, zostáva veľa otázok, pokiaľ ide o prirodzené správanie každého z nich, a o reakciu hostiteľa na infekciu.

Protilátkové reakcie proti FCoV typu I i typu II boli hlásené u mačiek v zajatí v Spojených štátoch, pričom správy špecificky uvádzajú reakciu proti FCoV typu I u gepardov, afrických levov (Panthera leo) a bengálskych tigrov (Panthera tigris tigris). ), a reakciu proti FCoV typu II u gepardov, jaguára (Panthera onca), afrického leva, bengálskych tigrov, rysov (Lynx canadensis), leopardov snežných (Panthera uncia) a leopardov afrických (Panthera pardus pardus) .⁵⁶ V niektorých prípadoch sa FCoV typu II považuje za prenosnejší v porovnaní s vírusom typu I u domácich druhov mačiek, ¹²³ aj keď kvôli prítomnosti oboch typov vírusov v študovanom zariadení sa to nepodarilo potvrdiť. Situácia u divých mačiek nie je známa.

Klinicky sa u mačiek vyskytujú dve klasické formy ochorenia, a to efúzna alebo neefúzna („vlhká“ alebo „suchá“). Vlhká forma FIP je charakterizovaná výpotkom v brušnej alebo hrudnej dutine, alebo obidvoch, či v perikardiálnych dutinách a suchá forma prítomnosťou pyogranulomatóznych lézií. Klinické príznaky spojené s biotypom FIPV však môžu byť dosť variabilné a nešpecifické. FCoV a FIP zostali významnou globálnou výzvou. Očkovanie sa neodporúča, čiastočne kvôli obavám z negatívnych výsledkov v dôsledku zosilnenia infekcie závislej od protilátok v prítomnosti neneutralizujúcich protilátok.¹²⁵ Napriek sľubným počiatočným štúdiám ^73,84 a ďalším možnostiam liečby stále nie sú k dispozícii schválené antivírusové terapie. Prevencia je zložitá a predsmrtná diagnostika je náročná. Súčasné metodológie PCR a sérologického testovania nerozlišujú medzi patologickými formami vírusu a titre protilátok sú nepredvídateľné. U mačacích populácií je vylučovanie FCoV často pozorované u zvierat, ktoré nie sú FIP pozitívne. Rovnako tak titre protilátok poskytujú iba dôkaz o predchádzajúcej expozícii a u domácich mačiek negatívny test na protilátky nevylučuje možnosť vylučovania FCoV.²⁹ V závislosti na stanovení protilátok môže senzitivita a špecificita poskytnúť variabilnú pomoc pri diagnostike FIP, ako už zistili Felten a Hartmann.²⁸ Zlatým štandardom pre diagnostiku FIP v súčasnosti zostáva imunohistochémia (IHC).²⁸ Pri manažmente druhov chovaných v zajatí môže byť zvládnutie vírusu problematické, neistotu vnášajú aj obmedzené referenčné rozsahy analýzy krvi, scenáre vysokého stresu a možné nové prezentácie.

FIP a FCoV u nedomestikovaných druhov

Gepard (Acinonyx jubatus): V roku 1979 Horzinek a Osterhaus⁵¹ prvýkrát demonštrovali sérologickú odpoveď na FCoV u gepardov (tabuľka 1). V roku 1982 náhle vyšlo najavo, že gepardi môžu podľahnúť rovnakému závažnému ochoreniu ako domáce mačky infikované FCoV, keď došlo k prepuknutiu FIP u gepardov chovaných v zajatí v zoologickom parku vo Winstone v Oregone. ^27,88 Prvý jedinec (8,5 roka stará samica) bola nedávno uvedená do stáda a mala nešpecifické príznaky choroby vrátane letargie, nechutenstva, dehydratácie, horúčky a ikteru s hematokritom 30%, hyperproteinémiou (9,1g/dl), leukocytózou a azotémiou.⁸⁸ Pri posmrtnom vyšetrení bol prítomný ascites spolu s fibrinóznymi léziami priľahlými k brušným orgánom a tekutinou v hrudnej dutine.⁸⁸ Vo viacerých orgánoch bola zaznamenaná petechiácia.⁸⁸ V nasledujúcich mesiacoch, ktoré uplynili medzi týmto počiatočným prípadom a ďalšími prípadmi FIP, bola u iných gepardov pozorovaná občasná hnačka.²⁷ Patológia vzoriek tkaniva od ďalších zvierat, ktoré uhynuli na FIP, odhalila multifokálne nekrotické lézie postihujúce brušné orgány (pečeň, obličky, slinivku, slezinu), lymfatycké uzliny a štítnu žľazu. Boli tiež pozorované erózie na tvári a ulcerózna glositída.²⁷ Aj keď nie je možné vylúčiť kalicivírus, ktorý tiež spôsobuje tieto ulcerácie, je k dispozícii aj rad nedávnych prípadov s ľudskými pacientmi s COVID-19, u ktorých boli zaznamenané vredy jazyka v dôsledku infekcie.⁹⁴ Longitudinálne sérologické monitorovanie po uvedení prvého prípadu FIP geparda preukázalo sérokonverziu a do roku 1983 každý gepard v parku bol sérologicky pozitívny.^6,27,45 Počas tejto epidémie takmer 60% gepardov podľahlo FIP.^25,45 Raná charakterizácia izolátu z geparda zahŕňala naočkovanie niekoľkých bunkových línií, vrátane mačacích obličkových buniek Crandall-Rees (CRFK), plodových buniek Felis catus-4 ( FCWF-4) a dvoch gepardích bunkových línií odvodených z obličiek (AjuKid234) alebo fibroblastov (AjuFib238).²⁴ CRFK bunky vykazovali po naočkovaní gepardím izolátom podobné vlastnosti v porovnaní s dvoma kmeňmi FCoV typu I, zatiaľ čo bunky FCWF-4 boli voči izolátu menej permisívne. Naprieč gepardími bunkovými líniami bola prenosnosť buniek AjuKid234 nízka.²⁴

Ďalšie prípady FIP boli popísané aj vo vrhu troch ulovených, približne 6-mesačných divokých gepardov, súčasne infikovaných Toxoplasma gondii.¹¹⁹ Údaje z klinickej patológie odhalili hypochrómnu anémiu, neutrofíliu, lymfopéniu a eozinopéniu s normálnou celkovou bielkovinou, ale zvýšeným alfa-2 globulínom a gama globulínmi.¹¹⁹ Okrem fibrinóznej peritonitídy a lézií ovplyvňujúcich brušné orgány boli zaznamenané aj edémy pľúc a krv v žalúdku.¹¹⁹ V tejto správe autori poukazujú na nedostatočnú stravu; ďalšie predisponujúce faktory však mohli zahŕňať stres z premiestnenia a genetickú predispozíciu.¹¹⁹ V patologickom výskume 31 mŕtvych gepardov chovaných v zajatí v Severnej Amerike sa FIP považovala za príčinu smrti u dvoch zvierat.⁷¹ Aj keď sa FIP nepopierateľne považovala za smrteľnú chorobu domácich mačiek, uvažovalo sa o mnohých hypotézach, vďaka ktorým boli gepardi obzvlášť náchylní na FIP, vrátane genetickej kontroly imunitnej odpovede, najmä rovnorodosti majoritného komplexu histokompatibility (MHC). ^25,79 Analýza vírusu infikovaných gepardov preukázala mutácie delécie v géne 7a, aj keď je zaujímavé, že u geparda s FIP boli gény 7a aj 7b neporušené.⁵⁸ Od prvého zaznamenaného prípadu FIP u geparda zostáva choroba sporadická aj napriek dôkazom o expozícii. Po počiatočných ohniskách epidémie FIP u gepardov neboli pozorované ďalšie ničivé straty, hoci výskum pokračuje aj naďalej.

Po vypuknutí FIP v Oregone monitorovanie FCoV odhalilo bežnú protilátkovú odpoveď na vírus (tabuľka 1). Pri prvotných vyšetreniach sa ukázalo, že vylučovanie stolice a titre protilátok sú často nezhodné.⁴⁵ V štúdii s chovanými a voľne žijúcimi juhoafrickými gepardmi bola celková pozorovaná séroprevalencia 57% (169/298) v porovnaní s 36% (66/182) u tých, ktorí vylučovali vírusový antigén, hodnotený pomocou vnorenej polymerázovej reťazovej reakcie s reverznou transkripciou (RT/nPCR).⁵⁷ U 49 zvierat, ktoré vylučovali vírusový antigén, 46 preukázalo protilátkovú odpoveď proti FCoV typu I, 45 vykazovalo protilátkovú odpoveď proti FCoV typu II a tri nevykazovali žiadnu protilátkovú odpoveď.⁵⁷ Či bola táto vysoká séroprevalencia proti FCoV typu I aj II spôsobená množstvom cirkulujúcich vírusov, krížovou reaktivitou alebo iným faktorom, zostáva neznáme, ale tento nález je jedinečný. U juhoafrických gepardov, ktoré boli pozorované longitudinálne (n¼48), takmer pätina (n¼10) vylučovala antigén vo viac ako jednom časovom bode, a to aj po negatívnom teste po pozitívnom teste.⁵⁷ V sérologickom výskume Munson a kol. v Namíbii⁷² boli častejšie séropozitívni samci, pričom séroprevalenciu vykazovalo 5/14 (36%) juvenilných samcov v porovnaní s 0/8 juvenilnými samicami a 13/37 (35%) dospelých samcov v porovnaní s 3/13 (23%) dospelými samicami.

Životný štýl a rizikové faktory voľne sa pohybujúcich druhov a druhov chovaných v zajatí sa môžu líšiť v závislosti od choroby. V štúdii medzi gepardmi v zajatí v Spojených štátoch tri z 22 zdravých gepardov vylučovali vírusový antigén (RT/nPCR) (tabuľka 2) .⁵⁵ Z troch zvierat vylučujúcich vírusový antigén bolo jedno zviera pozitívne na protilátky proti FCoV typu I a ďalšie dve boli séronegatívne.⁵⁵ U ďalších 19 zvierat bola protilátková odpoveď stanovená u 15 zvierat, z ktorých 10 nevykazovalo žiadne protilátky, štyri zvieratá boli séropozitívne proti vírusu typu I a jedno zviera bolo séropozitívne proti vírusom typu I i typu II.⁵⁵ Avšak v ďalšej štúdii na 10 gepardoch, ktorí vírus nevylučovali, boli protilátky bežne proti vírusu typu II (5/10) v porovnaní s typom I (4/10) alebo oboma (1/10). Nesúlad v reakcii špecifických protilátok môže byť spôsobený zmenami v stratégiách riadenia, sezónnymi výkyvmi alebo rozdielmi v zaobchádzaní so vzorkami. Okrem toho rozdiely medzi protilátkovou odpoveďou a vylučovaním stolice predstavujú výzvu týkajúcu sa skutočného stavu choroby zvieraťa, a to tak u gepardov v zajatí, ako aj u divokých gepardov. S cieľom poskytnúť postup pri stratégii testovania boli počas 30 dní v USA odobraté vzorky fekálií od 25 gepardov v zajatí.³⁸ Z týchto vzoriek fekálií bol vírusový antigén nájdený u 13% (4/31 vzoriek) vzoriek výkalov od jedného zvieraťa až po 93% (26/28 vzoriek) vzoriek od jedného zvieraťa.³⁸

Úloha perzistentných infekcií gepardov pri vývoji ulceróznej kolitídy a iných dlhodobých následkov zostáva pomerne nejasná a predstavuje potenciálnu oblasť pre potrebnú štúdiu.^96,112 V roku 1993 Munson⁷¹ popísal u dvoch uhynulých gepardov s léziami charakteristickými pre FIP aj patologické zmeny v klkoch tenkého čreva u jedného zvieraťa (FIP nepovažoval za príčinu smrti ani u jedného geparda). Na vzorke deviatich gepardov s nekrotizujúcou kolitídou a hnačkou, ktoré vylučovali FCoV, šesť zvierat preukázalo protilátky len proti FCoV typu I, dve zvieratá vykazovali protilátky proti typu I aj typu II a jedno zviera nebolo pozitívne na protilátky žiadneho sérotypu.⁵⁶ Ďalej sa FCoV diagnosticky hodnotila u mláďat gepardov vykazujúcich akútnu parézu zadných končatín, ale nepreukázala sa zjavná súvislosť so sérológiou a titre protilátok sa u jednotlivých zvierat v priebehu testovania menili.^120,121 Ochorenie mačacej leukoencefalomyelopatie (LFL) u veľkých mačiek bolo rozpoznané u mnohých gepardov a dvoch ďalších druhov mačiek v Spojených štátoch. Pre ochorenie je charakteristická progresívna strata zraku, dezorientácia a ťažkosti s s príjmom potravy.⁷ V procese porozumenia etiológie LFL bolo 14 zvierat testovaných imunohistochemicky na FCoV, ale žiadne zvieratá v tejto malej podskupine sa neukázali ako pozitívne.⁷

Európska divá mačka (Felis silvestris): V roku 1993 Watt a kolegovia¹²⁴ informovali o vypuknutí FIP u európskych divokých mačiek v uzavretej kolónii, ktorá existovala takmer 14 rokov a postihla iba samcov. Zaznamenali sa početné klinické príznaky spolu s multisystémovým orgánovým postihnutím vrátane pečene, obličiek, čreva, mozgu, pľúc, srdca a lymfatických tkanív.¹²⁴ U dvoch mačiek boli zaznamenané respiračné príznaky.¹²⁴ Nepodarilo sa zistiť, ako došlo k infikovaniu mačiek a považuje sa za nepravdepodobné, že by vírus mohla zavliecť túlavá mačka. To, či zdrojom kontaminácie mohol byť ošetrovateľ alebo ošetrovatelia v ZOO sa bližšie nezisťovalo. Taktiež sa nezistilo, či došlo k dlhodobému vylučovaniu vírusu. Je zaujímavé, že predchádzajúca štúdia McOrista a kol.⁶⁴ nebola schopná identifikovať európske divé mačiatka ako sérologicky pozitívne na expozíciu FCoV nepriamym imunofluorescenčným testom (IFA) uskutočňovaným na plazme a namiereným proti kmeňu vírusu Wellcome (tabuľka 3). Najnovšie však Heddergott a kol.⁴⁴ uviedli 47,1% (16/34) séroprevalencie vo vzorke 34 európskych divokých mačiek v Luxemburgu a zistil, že zvyšujúci sa vek je prediktorom stavu protilátok. Zo 16 séropozitívnych mačiek bolo 75% séropozitívnych na najmenej jednu ďalšiu bežnú mačaciu vírusovú infekciu (vírus mačacej leukémie, mačací parvovírus, mačací kalicivírus alebo mačací herpesvírus).⁴⁴ Paradoxne, iná skupina európskych divých mačiek bola v Portugalsku séronegatívna (0/26), hoci tretina (5/15) fekálnych vzoriek bola pozitívnych na vírusový antigén (tabuľky 2, 3).¹⁹ Rozdiely v odbere a spracovaní vzoriek môžu vysvetliť niektoré nezrovnalosti; Medzi možné ďalšie rozdiely patria interakcie s domácimi a inými mačkovitými šelmami a povaha infekcií FCoV.

Puma americká (Puma concolor): Bol popísaný prípad FIP u mladého samca pumy americkej, voľne sa pohybujúceho v Kalifornii, ktorý mal okrem zvačšených lymfatických uzlín tiež lézie v tenkom a hrubom čreve, srdci, pľúcach a mozgu. Je zaujímavé, že obličky sa javili histologicky normálne, ale vírusová RNA bola evidentná.¹⁰⁸ Táto kazuistika je jedinečná pri demonštrácii FIP u voľne sa pohybujúceho zvieraťa, najmä u druhu, ktorý často žije osamelo. Riziko ďalších prípadov FIP u voľne sa pohybujúcich púm zostáva neznáme a ďalšie patogény, ako je zoonotické ochorenie Yersinia pseudotuberculosis, boli hlásené u púm s pyogranulomatóznymi léziami pečene a zápalu pobrušnice.³

Podľa sérologického výskumu kalifornských púm sa zdá, že séroprevalencia kolíše v období 18 rokov, počas ktorých sa odobrali vzorky.³³ V roku 1992 boli odobraté iba tri vzorky, ale jedno zviera bolo pozitívne, zatiaľ čo v nasledujúcich 3 rokoch nebolo pozitívne žiadne zviera (n ¼46). Do roku 1996 začala séroprevalencia stúpať a vrchol dosiahla v rokoch 2000–2001 a po ďalšom období ochabovania dosiahla najvyššiu séroprevalenciu takmer 50% (n ¼ 29).³³ Longitudálne údaje poskytnuté Foleym a kol.³³ sú dôležité, pretože predchádzajúce roky nepredikujú budúcu séroprevalenciu. Dodatočná štúdia púm v Skalistých horách demonštruje vysoký stupeň korelácie medzi stavom protilátok u samíc a ich mláďat, a to aj vtedy, keď v čase odberu vzoriek boli mláďatá staré 4 mesiace alebo staršie.⁴ Štatistické modelovanie navyše naznačuje, že zvyšujúci sa vek a umiestnenie populácie sú rizikovými faktormi pre expozíciu FCoV.⁴ V Amerike boli hlásené aj ďalšie séroprevalencie (Tabuľka 3).

Tiger (Panthera tigris): FIP bola hlásená u 8-ročného samca tigra v zajatí v Rumunsku, u ktorého sa pôvodne prejavili nešpecifické klinické príznaky.⁴⁹ Posmrtné vyšetrenie korešpondovalo s FIP a odhalilo uveitídu, výpotok v brušnej dutine a okrem perikarditídy aj seróznu tekutinu v perikardiálnom priestore.⁴⁹ Farbenie makrofágov na FIP zodpovedalo diagnóze, pričom infikované makrofágy boli identifikované v pľúcach a iných tkanivách.⁴⁹ Boli tiež zaznamenané depozity amyloidu.⁴⁹ U mačiek s FIP došlo k zvýšeniu sérového amyloidu A, potenciálne podobne ako u ľudských pacientov so SARS-CoV-2,^39,69 Je zaujímavé, že amyloidóza je často pozorovaná u mačiek čiernonohých (Felis nigripes); môžu teda existovať ďalšie hostiteľské faktory, ktoré vedú k prítomnosti amyloidových plakov u tigra.¹¹¹ Napokon u tigra s FIP bola v slezine rozpoznaná skvapalnená nekróza, aj keď to nemusí byť špecifické pre infekciu FIP.⁴⁹

Okrem opísaného prípadu FIP u tigra sa v prieskume talianskych zoologických záhrad v rokoch 2004 až 2015 zaznamenal jeden prípad peritonitídy u tigra; avšak to, či súvisel s infekciou FCoV, sa nepodarilo zistiť, a je to nepravdepodobné.¹⁰¹ Kompilácia dát o úmrtnosti tigrov chovaných v zajatí v Indii určila okrem enteritídy, gastritídy, gastroenteritídy, hepatitídy a žalúdočných vredov aj peritonitídu.¹⁰⁷ Aj keď nebola zaznamenaná vírusová etiológia, choroby tráviaceho systému boli jednou z najbežnejších príčin úmrtnosti, a to aj počas monzúnového obdobia.¹⁰⁷

U sibírskych alebo amurských tigrov (Panthera tigris altaica) bolo 43% zvierat (n ¼44) pozitívnych na prítomnosť protilátok FCoV (tabuľka 4).⁴² So séroprevalenciou nebolo spojené ani pohlavie, ani vek, aj keď longitudálny monitoring viedol k tomu, že sa tri ďalšie tigre stali séropozitívne.⁴² V jednej kazuistike sibírskeho tigra, ktorý podľahol morbillivírusovej infekcii, preukázala IFA prítomnosť protilátok proti FCoV, hoci to pravdepodobne neprispelo k úhynu zvieraťa.⁹⁰ V kazuistike zajatého tigra amurského, ktorý sa pôvodne prezentoval s anorexiou a letargiou, bola IFA negatívna na FCoV; ďalšia diagnostika odhalila bakteriálny pyotorax.¹⁰⁴ U iného sibírskeho tigra považovaného za klinicky zdravého bolo pozorované vylučovanie vírusu, ale bez protilátkovej odpovede.⁵⁶

Z troch bengálskych tigrov umiestnených v tej istej inštitúcii vykazovali dva protilátkové reakcie na FCoV typu I aj typu II a tretí vykazoval protilátky proti typu II napriek tomu, že žiadne z týchto zvierat nevylučovalo vírusový antigén.⁵⁶

Lev (Panthera leo): V roku 1970 Colby reportoval dva prípady FIP u levov.¹³ Aj keď táto počiatočná správa neposkytla žiadne klinické podrobnosti, v poslednej dobe bol opísaná očná forma FIP u 15-ročného leva v zajatí, u ktorej sa potvrdila slepota.⁷⁵ Klinické patologické nálezy u pacienta vrátane anizocytózy a hypochromázie boli pre FIP nešpecifické, hoci PCV (HCT) bol na dolnej hranici normálu (31%) a celková plazmatická bielkovina na vyššej hranici normálu (7,8 g/dl), hodnoty bežne sa vyskytujúce u domácich pacientov s FIP.75 Histopatológia odhalila bilaterálnu panuveitídu a odlúčenie sietnice spolu s infiltrátom lymfocytov, plazmatických buniek a niekoľkých makrofágov.⁷⁵ V prednej komore bol exsudát charakterizovaný ako eozinofilný a bielkovinový, a v mozgu sa našli lézie.⁷⁵

U voľne sa pohybujúcich levov vo východnej Afrike bolo 57% vzoriek séra vyhodnotených ako dôkaz protilátkovej odpovede prostredníctvom IFA (tabuľka 3). ⁴⁷ U afrického leva v zajatí sa už skôr pozorovalo vylučovanie FCoV, ale bez protilátkovej reakcie.⁵⁶ Podobne dva ďalšie levy v rôznych inštitúciách aktívne vírus nevylučovali, ale vykazovali protilátkové odpovede.^56,57 Je zaujímavé, že jeden z týchto levov vykazoval nízkoúrovňovú protilátkovú reakciu na FCoV typu I aj typu II.⁵⁶. V prípade série levov s encefalitídou bol jeden lev testovaný na protilátky proti FCoV, ale javil sa negatívny.¹¹⁶ V štúdii “inbred” levov v porovnaní s “outbred” populáciou nebol vzťah medzi statusom príbuzenstva a protilátkami FCoV štatisticky významný.¹¹⁵ Longitudinálna štúdia levov v Serengeti preukázala každý rok vysoký stupeň variability, pokiaľ ide o séroprevalenciu, najmä u mladších zvierat.⁸⁰ Tieto údaje navyše odhalili možné účinky na plodnosť a možnú súvislosť šírenia vírusu a vyššej hustoty populácie.⁸⁰ Druhá longitudinálna štúdia ukázala vysoký stupeň séroprevalencie; vo väčšine vekových skupín viac ako 50% zvierat demonštrovalo séroprevalenciu a trend rastúcej séroprevalencie so zvyšujúcim sa vekom, až na niekoľko výnimiek³⁴ (doplňujúce údaje zo štúdie). Séroprevalencia FCoV môže navyše predikovať výskyt kalicivírusu alebo vírusu mačacej imunodeficiencie (FIV).³⁴

Serval (Leptailurus serval): Juan-Salle´s a kol.⁵⁴ reportujú dva prípady FIP v skupine štyroch spolu žijúcich servalov. Prípad 1, dvojročný samec, prestal vstupovať do vnútorného priestoru, kde boli zvieratá bežne kŕmené. Nebolo zistené, či príčinou boli neurologické zmeny chovania, alebo nechutenstvo. Prípad 2 bola 8-ročná samica s implantátom melengesterol-acetátu, s nešpecifickými klinickými príznakmi a miernou brušnou distenziou.⁵⁴ Prieskumná laparotómia odhalila brušný výpotok a lézie podobné FIP a klinická patológia preukázala leukocytózu a anémiu. Aj keď v prípade 1 neboli hlásené žiadne rozsiahle lézie, histológia odhalila fibrinopurulentnú ventrikulitídu; akumuláciu neutrofilov, fibrínu a makrofágov v mozgu; a ťažkú leptomeningitídu. V obličkách boli prítomné ložiskové pyogranulomatózne lézie.⁵⁴ V prípade 2 boli pyogranulomatózne lézie okrem pyogranulomatóznej nekrotizujúcej splenitídy prítomné aj v mezentériu, pečeni a žlčníku.⁵⁴

Rys: VanRensburg a Silkstone¹¹⁹ zmieňujú osobnú komunikáciu o FIP, ktorá postihla najmenej jedného rysa červeného. Z 25 rysov červených v Národnej rekreačnej oblasti Golden Gate neďaleko San Francisca v Kalifornii bol sérologicky pozitívny na FCoV jediný mestský rys červený (tabuľka 5).⁹⁵ U dvoch rysov červených žijúcich v zajatí v americkej zoologickej zbierke bolo zaznamenané vylučovanie FCoV napriek absencii protilátkovej odpovede.⁵⁶ Podobne v druhej americkej zoologickej zbierke jeden zdravý rys v zajatí vylučoval FCoV pri absencii protilátkovej odpovede, zatiaľ čo druhý rys vírus nevylučoval, ale vykazoval nízkoúrovňovú protilátkovú odpoveď proti FCoV typu II.⁵⁶

Rys španielsky (Lynx pardinus) bol kedysi považovaný za jednu z najohrozenejších divých mačkovitých šeliem, a ako také by riziká infekcie FCoV mohli byť devastujúce. V jednej štúdii o 22 rysoch španielskych hodnotených kompetitívnym enzýmovým imunosorbentným testom (ELISA) na séroprevalenciu a 25 zvieratách hodnotených pomocou IFA alebo rýchlou imunochromotografiou, žiadne zvieratá nevykazovali známky expozície alebo aktívnej infekcie FCoV.⁶⁷. Ďalšie štúdie však ukázali séroprevalenciu približne 26%, bez zjavného vzťahu medzi FCoV a FeLV.⁶⁵ V samostatnej vzorke rysa španielskeho bolo 19/74 pozitívnych na expozíciu FCoV IFA, hoci 0/68 zvierat vylučovalo vírus vo výkaloch, čo sa hodnotilo pomocou RT- PCR.⁶⁵ U dvoch ďalších rysov ostrovidov, u ktorých nebolo možné určiť príčinu smrti, nebolo ani u jedného zvieraťa zistené, že je IHC pozitívne na FCoV, napriek pankreatitíde a fibrinóznej serozitíde u jedného z týchto zvierat.¹⁰² Bol skúmaný aj vplyv FCoV na vývoj ďalších chorobných patológií vrátane membránovej glomerulonefritídy a vyčerpania lymfoidných buniek, avšak v žiadnej štúdii sa nezistila zjavná súvislosť s rozvojom chorôb.^53,86

Leopard (Panthera pardus): FIP bola reportovaná aj u leopardov v Nemecku.¹¹⁷ U troch afrických leopardov v dvoch zoologických inštitúciách v USA nebolo pozorované vylučovanie FCoV, ale všetky tri boli sérologicky pozitívne proti FCoV typu II.⁵⁶ Z ďalších dvoch afrických leopardov v južnej Afrike, iba jedno zviera bolo séropozitívne a žiadne nevylučovalo vírus (tabuľky 2, 4).⁵⁷

Divoká mačka bengálska (Prionailurus bengalensis): V rokoch 2005 až 2006 bolo 35 z celkových 1453 vzoriek rektálneho výteru získaných z ázijských leopardích mačiek na trhoch s divočinou pozitívnych na nový koronavírus, z ktorého sa zistilo, že spike proteín je fylogeneticky podobný spike proteínom iných alfakoravírusov.¹⁶ Tento vírus však vykazoval fylogenetický vzťah mimo skupinu, čo naznačuje, že sa oddelil na začiatku evolučnej histórie koronavírusov, alebo pravdepodobne predstavoval neidentifikovanú skupinu koronavírusov. Novšia analýza naznačuje, že spike proteín má vzťah s novo identifikovaným rodom deltacoronavírusu.¹¹⁰ Podľa predbežne publikovaných výsledkov RT seminested PCR testu zameraného na vírusovú polymerázu, 8,8% (3/34) divokých bengálskych mačiek bolo pozitívnych na pankoronavírus, s blízkym fylogenetickým vzťahom k FCoV.¹² U iriomotských mačiek, poddruhu (Prionailurus bengalensis iriomotensis), väčšina zvierat (14/17) testovaných metódou ELISA proti psím koronavírusom preukázala prítomnosť protilátky (tabuľky 2, 4).⁷⁰

Leopard obláčikový (Neofelis nebulosa): V prieskume príčin mortality nedomestikovaných mačkovitých šelem v biologickom parku Nandankanan v Bhubaneswar, Urísa, India sa peritonitída považovala za príčinu úhynu u jedného leoparda obláčikového; ⁹² avšak FCoV nebola skúmaná.

Leopard snežný (Panthera uncia): U zdravého snežného leoparda v zajatí bolo pozorované vylučovanie FCoV, aj keď nebola zjavná žiadna protilátková odpoveď.⁵⁶ Naopak, u dvoch snežných leopardov v rôznych inštitúciách sa nepozorovalo vylučovanie vírusu, ale boli pozitívne na protilátky proti FCoV typu II. ⁵⁶ V kazuistike asi 6 týždňov starého zajatého odchovaného samca leoparda snežného s neurologickým ochorením vrátane cerebelárnej degenerácie a encefalomyelopatie bol skúmaný FCoV ako potenciálna príčina, ale nakoniec nebol identifikovaný.¹⁰⁹

Ocelot (Leopardus pardalis): Filoni a kol.³⁰ uviedli jedného séropozitívneho, uloveného, zjavne zdravého divokého amazonského ocelota, ktorý bol tiež sérologicky pozitívny na mačací herpesvírus¹, mačací kalicivírus, mačací parvovírus a Bartonella henselae. Toto jediné pozorovanie mohlo byť anomáliou a výsledkom iných základných zdravotných stavov. Je však zaujímavé, že protilátková odpoveď proti B. henselae bola spojená s protilátkou proti FCoV u domácich mačiek.⁴⁰ Či podobná asociácia existuje aj u ocelotov alebo iných mačiek, nie je známe. Prirodzená cirkulácia FCoV v u izolovaných ocelotov sa napriek tomu javí ako vzácna(Tabuľky 2, 4).^31,35

Mačka močiarna (Felis chaus): V prieskume úmrtnosti nedomestikovaných mačkovitých šeliem v biologickom parku Nandankanan sa peritonitída považovala za príčinu úhynu u jednej džungľovej mačky; ⁹² avšak FCoV sa neskúmal.

Jaguár americký (Panthera onca): FIP sa považovala za diferenciálnu diagnózu v kazuistike novorodeného jaguára s dýchacími ťažkosťami, ktorý prechádzal do ascitu.³⁶ Potvrdzujúca diagnostika však neprebehla a po rozsiahlej liečbe sa mláďa uzdravilo.³⁶ U dvoch zjavne zdravých jaguárov v zajatí, bolo pozorované vylučovanie FCoV; navyše jedno z týchto zvierat vykazovalo protilátkovú odpoveď na FCoV typu II. (Tabuľky 2, 4)⁵⁶

Rys karakal (Caracal caracal): U štyroch karakalov bola preukázaná protilátková odpoveď, hoci ani jedno zviera nevylučovalo FCoV (Tabuľky 2, 4).^56,57

Diskusia

Mačací koronavírus predstavuje popri ďalších infekčných chorobách výzvu pre snahu o zachovanie nedomestikovaných mačkovitých šeliem.⁷⁴ Dôveryhodné zázanamy o FIP existujú u siedmich nedomestikovaných druhov mačkovitých šeliem a 15 druhov preukázalo séroprevalenciu. Uvoľňovanie antigénov je však pozorované pomerne zriedkavo. Screening a diagnostické testovanie sú náročné a je stále ťažké určiť zdroj infekcie FCoV. V prípadoch, ktoré uviedli Watt a kol.¹²⁴ a Juan-Salle a kol., ⁵⁴ sa považovalo za nepravdepodobné, že by zdrojom nákazy bola túlavá mačka. Či teda vírus u týchto zvierat neustále cirkuloval, alebo či bol vírus zavlečený iným spôsobom, zostáva stále neznáme. Vedie to tak k potrebe byť vždy ostražitý, pokiaľ ide o biologickú bezpečnosť, najmä v prípade ohrozených zvierat. Použitie výkalov pre identifikáciu FCoV vytvára stratégiu ľahkého odberu vzoriek od voľne žijúcich zvierat, i zvierat v zajatí; môže však dôjsť k inhibícii PCR z fekálneho obsahu.²⁰ Okrem toho zradný nástup u niektorých prípadov FIP často vyžaduje skúmanie potenciálu alebo expozície infekcie FCoV. Spektrum klinických prejavov popri „štandardnom klinickom obraze“, zahŕňa i dermatologicke lézie, ^10,93 myokarditídy 22 a choroby horných ciest dýchacích.²

Z hlásení o prepuknutí FIP u nedomestikovaných mačiek vyplynulo, že u samcov je v porovnaní so samicami pravdepodobne vyššie riziko, podobne, ako sa pozorovalo aj u domácich mačiek. FIP sa zistila iba u európskych divokých mačiek mužského pohlavia a prostredníctvom jednotlivých hlásení vieme o FIP u horského leva, leva a tigra, ktorá postihla iba samcov. ^{49,75,108, 124} U domácich mačiek sú samci v prípadoch FIP tiež zastúpení nadmerne.⁷⁸ Okrem toho i u ľudí infekcia SARSCoV-2 viedla k vážnejším následkom u mužov v porovnaní so ženami.⁶⁶

Zatiaľ čo útulky a chovateľské stanice predstavujú optimálne miesto pre šírenie FCoV, cirkuláciu FCoV u voľne sa pohybujúcich druhov možno zlepšiť solitérnym životným štýlom niektorých z týchto druhov. Vírus prežije v prostredí relatívne krátky čas, takže prenos sa uskutočňuje predovšetkým priamymi alebo nepriamymi interakciami vrámci druhu alebo s inými mačkovitými šelmami. V niektorých prípadoch môžu byť domáce mačky zdrojom koristi pre väčšie nedomestikované mačkovité šelmy. Či by mohlo dôjsť k nákaze týmto spôsobom, nie je známe, ale mohla by to byť príčina určitých protilátkových odpovedí alebo vylučovania antigénu vo výkaloch. Zmeny biotopov vrátane fragmentácie a rozširovania miest môžu okrem expozície domácich mačiek viesť aj k nárastu interakcií vrámci rovnakého druhu vo voľnej prírode.

Aj keď je testovanie protilátok užitočné pre detekciu predchádzajúcej expozície, a to aj u nedomestikovaných druhov, seronegatívny test nie vždy znamená absenciu vylučovania vírusu.^38,56 Tento nesúlad predstavuje výzvu pre pochopenie skutočných úrovní FCoV cirkulujúceho v populáciách divokých mačiek. Niekoľko stratégií testovania preukázalo schopnosť detegovať vylučovanie vírusov s vysokou mierou spoľahlivosti vrátane uskutočniteľnej možnosti získania piatich vzoriek za sebou.³⁸ Ak vezmeme do úvahy kriticky ohrozené druhy, musia byť jednotlivci pred uvedením k jedincom rovnakého druhu adekvátne testovaní, spolu s minimalizáciou stresu, zbytočnou anestéziou atď. Postupné testovanie vzoriek výkalov sa prevádzalo u zvierat v zajatí a podobné stratégie môžu byť užitočné pre pochopenie prítomnosti alebo neprítomnosti FCoV i v populáciách divokých zvierat.

Poďakovanie: Autori si veľmi cenia členov laboratória Whittaker Lab a členov Fondu na ochranu gepardov za prínosnú diskusiu pri príprave tohto rukopisu. Práca Dr. Stouta je podporovaná školiacim programom komparatívnej medicíny National Institutes of Health (T32OD011000). Práca v autorskom laboratóriu (GRW) je čiastočne financovaná z Cornell Feline Health Center a Winn Feline Foundation.

Použitá literatúra

1. Alexander KA, McNutt JW, Briggs MB, StandersPE, Funston P, Hemson G, Keet D, van Vuuren M. Multi-host pathogens and carnivore management in southern Africa. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2010;33(3):249–265.
2. Andre´ NM, Miller AD, Whittaker GR. Feline infectious peritonitis virus-associated rhinitis in a cat. J Feline Med Surg Open Rep. 2020;6(1):1–6.
3. Bernard JM, Newkirk KM, McRee AE, Whittemore JC, Ramsay EC. Hepatic lesions in 90 captive nondomestic felids presented for autopsy. Vet Pathol. 2015;52(2):369–376.
4. Biek R, Ruth TK, Murphy KM, Anderson CR,Johnson M, DeSimone R, Gray R, Hornocker MG, Gillin CM, Poss M. Factors associated with pathogen seroprevalence and infection in rocky mountain cougars. J Wildl Dis. 2006;42(3):606–615.
5. Biek R, Zarnke RL, Gillin C, Wild M, Squires JR,Poss M. Serologic survey for viral and bacterial infections in western populations of Canada lynx (Lynx canadensis). J Wildl Dis. 2002;38(4):840–845.
6. Briggs MB, Evermann JF, McKeirnan AJ. Felineinfectious peritonitis: an update of a captive cheetah population. Feline Pract. 1986;16(2):13–16.
7. Brower AI, Munson L, Radcliffe RW, Citino SB,Lackey LB, Van Winkle TJ, Stalis I, Terio KA, Summers BA, de Lahunta A. Leukoencephalomyelopathyof mature captive cheetahs and other large felids: a novel neurodegenerative disease that came and went? Vet Pathol. 2014;51(5):1013–1021.
8. Brown EW, Olmsted RA, Martenson JS, O’BrienSJ. Exposure to FIV and FIPV in wild and captive cheetahs. Zoo Biol. 1993;12(1):135–142.
9. Brown MA, Troyer JL, Pecon-Slattery J, RoelkeME, O’Brien SJ. Genetics and pathogenesis of feline infectious peritonitis virus. Emerg Infect Dis. 2009; 15(9):1445–1452.
10. Cannon MJ, Silkstone MA, Kipar AM. Cutaneous lesions associated with coronavirus-induced vasculitis in a cat with feline infectious peritonitis and concurrent feline immunodeficiency virus infection. J Feline Med Surg. 2005;7(4):233–236.
11. Chaber A-L, Cozzi G, Broekhuis F, Hartley R,JW McNutt. Serosurvey for selected viral pathogens among sympatric species of the African large predator guild in northern Botswana. J Wildl Dis. 2017;53(1): 170–175.
12. Chen C-C, Chang A-M, Chen W-J, Chang P-J,Lai Y-C, Lee H-H. Molecular survey for selected viral pathogens in wild leopard cats (Prionailurus bengalensis) in Taiwan with an emphasis on the spatial and temporal dynamics of carnivore protoparvovirus 1. BioRxiv [Internet]. 2020.02.21.960492; doi:https://doi. org/10.1101/2020.02.21.960492
13. Colby ED. Feline infectious peritonitis. Vet MedSmall Anim Clin. 1970;65(8):783–786.
14. Daniels MJ, Golder MC, Jarrett O, MacDonaldDW. Feline viruses in wildcats from Scotland. J Wildl Dis. 1999;35(1):121–124.
15. Daszak P, Cunningham A, Hyatt A. Emerginginfectious diseases of wildlife—threats to biodiversity and human health. Science. 2000;287(5452):443–449.
16. Dong BQ, Liu W, Fan XH, Vijaykrishna D, TangXC, Gao F, Li LF, Li GJ, Zhang JX, Yang LQ, Poon LLM, Zhang SY, Peiris JSM, Smith GJD, Chen H, Guan Y. Detection of a novel and highly divergent coronavirus from Asian leopard Cats and Chinese ferret badgers in southern China. J Virol. 2007; 81(13):6920–6926.
17. Drechsler Y, Alcaraz A, Bossong FJ, CollissonEW, Diniz PPVP. Feline coronavirus in multicat environments. Vet Clin North Am Small Anim Pract. 2011;41(6):1133–1169.
18. Driciru M, Siefert L, Prager KC, Dubovi E,Sande R, Princee F, Friday T, Munson L. A serosurvey of viral infections in lions (Panthera leo), from Queen Elizabeth National Park, Uganda. J Wildl Dis. 2006; 42(3):667–671.
19. Duarte A, Fernandes M, Santos N, Tavares L.
    Virological survey in free-ranging wildcats (Felis silvestris) and feral domestic cats in Portugal. Vet Microbiol. 2012;158(3–4):400–404.
20. Dye C, Helps CR, Siddell SG. Evaluation of realtime RT-PCR for the quantification of FCoV shedding in the faeces of domestic cats. J Feline Med Surg. 2008; 10(2–3):167–174.
21. Dye C, Temperton N, Siddell SG. Type I felinecoronavirus spike glycoprotein fails to recognize aminopeptidase N as a functional receptor on feline cell lines. J Gen Virol. 2007;88(Pt 6):1753–1760.
22. Ernandes MA, Cantoni AM, Armando F, Corradi A, Ressel L, Tamborini A. Feline coronavirusassociated myocarditis in a domestic longhair cat. JFMS Open Rep. 2019;5(2):1–5.
23. Evermann JF, Burns G, Roelke ME, McKeirnanAJ, Greenlee A, Ward AC, Pfeifer ML. Diagnostic features of an epizootic of feline infectious peritonitis in captive cheetahs. In: Proc Am Assoc Vet Lab Diagn; 1983. 26:365–382.
24. Evermann JF, Heeney JL, McKeirnan AJ,O’Brien SJ. Comparative features of a coronavirus isolated from a cheetah with feline infectious peritonitis. Virus Res. 1989;13(1):15–27.
25. Evermann JF, Heeney JL, Roelke ME,
    McKeirnan AJ, O’Brien SJ. Biological and pathological consequences of feline infectious peritonitis virus infection in the cheetah. Arch Virol. 1988;102(3–4): 155–171.
26. Evermann JF, Laurenson MK, McKeirnan AJ,Caro TM. Infectious disease surveillance in captive and free-living cheetahs: an integral part of the species survival plan. Zoo Biol. 1993;12(1):125–133.
27. Evermann JF, Roelke ME, Briggs MB. Felinecoronavirus infections of cheetahs: clinical and diagnostic features. Feline Pract. 1986;16(3):21–28.
28. Felten S, Hartmann K. Diagnosis of felineinfectious peritonitis: a review of the current literature. Viruses. 2019;11(11):1068.
29. Felten S, Klein-Richers U, Hofmann-LehmannR, Bergmann M, Unterer S, Leutenegger CM, Hartmann K. Correlation of feline coronavirus shedding in feces with coronavirus antibody titer. Pathogens. 2020; 9(8):598.
30. Filoni C, Cata˜o-Dias JL, Bay G, Durigon EL,Jorge RSP, Lutz H, Hofmann-Lehmann R. First evidence of feline herpesvirus, calicivirus, parvovirus, and Ehrlichia exposure in Brazilian Free-ranging felids. J Wildl Dis. 2006;42(2):470–477.
31. Fiorello CV, Noss AJ, Deem SL, Maffei L,Dubovi EJ. Serosurvey of small carnivores in the Bolivian Chaco. J Wildl Dis. 2007;43(3):551–557.
32. Fix AS, Riordan DP, Hill HT, Gill MA, EvansMB. Feline panleukopenia virus and subsequent canine distemper virus infection in two snow leopards (Panthera uncia). J Zoo Wildl Med. 1989;20(3):273–281.
33. Foley JE, Swift P, Fleer KA, Torres S, GirardYA, Johnson CK. Risk factors for exposure to feline pathogens in California mountain lions (Puma concolor). J Wildl Dis. 2013;49(2):279–293.
34. Fountain-Jones NM, Packer C, Jacquot M,Blanchet FG, Terio K, Craft ME. Endemic infection can shape exposure to novel pathogens: pathogen cooccurrence networks in the Serengeti lions. Ecol Lett. 2019;22(6):904–913.
35. Franklin SP, Kays RW, Moreno R, TerWee JA,Troyer JL, VandeWoude S. Ocelots on Barro Colorado Island are infected with feline immunodeficiency virus but not other common feline and canine viruses. J Wildl Dis. 2008;44(3):760–765.
36. Fransen DR. Feline infectious peritonitis in aninfant jaguar. In: Proc Am Assoc Zoo Vet; 1974. 261– 264.
37. Furtado MM, Taniwaki SA, de Barros IN,Branda˜o PE, Cata˜o-Dias JL, Cavalcanti S, Cullen L, Filoni C, Almeida Ja´como AT de, Jorge RSP, Silva NDS, Silveira L, Ferreira Neto JS. Molecular detection of viral agents in free-ranging and captive neotropical felids in Brazil. J Vet Diagn Invest. 2017;29(5):660– 668.
38. Gaffney PM, Kennedy M, Terio K, Gardner I,Lothamer C, Coleman K, Munson L. Detection of feline coronavirus in cheetah (Acinonyx jubatus) feces by reverse transcription-nested polymerase chain reaction in cheetahs with variable frequency of viral shedding. J Zoo Wildl Med. 2012;43(4):776–786.
39. Giordano A, Spagnolo V, Colombo A, PaltrinieriS. Changes in some acute phase protein and immunoglobulin concentrations in cats affected by feline infectious peritonitis or exposed to feline coronavirus infection. Vet J. 2004;167(1):38–44.
40. Glaus T, Hofmann-Lehmann R, Greene C,Glaus B, Wolfensberger C, Lutz H. Seroprevalence of Bartonella henselae infection and correlation with disease status in cats in Switzerland. J Clin Microbiol. 1997;35(11):2883–2885.
41. Goncharuk MS, Kerley LL, Naidenko SV, Rozhnov VV. Prevalence of seropositivity to pathogens in small carnivores in adjacent areas of Lazovskii Reserve. Biol Bull Russ Acad Sci. 2012;39(8):708–713.
42. Goodrich JM, Quigley KS, Lewis JCM, AstafievAA, Slabi EV, Miquelle DG, Smirnov EN, Kerley LL, Armstrong DL, Quigley HB, Hornocker MG. Serosurvey of free-ranging Amur tigers in the Russian Far East. J Wildl Dis. 2012;48(1):186–189.
43. Guimaraes AMS, Branda˜o PE, Moraes W de,Cubas ZS, Santos LC, Villarreal LYB, Robes RR, Coelho FM, Resende M, Santos RCF, Oliveira RC, Yamaguti M, Marques LM, Neto RL, Buzinhani M, Marques R, Messick JB, Biondo AW, Timenetsky J. Survey of feline leukemia virus and feline coronaviruses in captive neotropical wild felids from southern Brazil. J Zoo Wildl Med. 2009;40(2):360–364.
44. Heddergott M, Steeb S, Osten-Sacken N, Steinbach P, Schneider S, Pir JP, Mu¨ller F, Pigneur L-M, Frantz AC. Serological survey of feline viral pathogens in free-living European wildcats (Felis s. silvestris) from Luxembourg. Arch Virol. 2018;163(11):3131–3134.
45. Heeney JL, Evermann JF, McKeirnan AJ, Marker-Kraus L, Roelke ME, Bush M, Wildt DE, Meltzer DG, Colly L, Lukas J. Prevalence and implications of feline coronavirus infections of captive and freeranging cheetahs (Acinonyx jubatus). J Virol. 1990; 64(5):1964–1972.
46. Herrewegh AAPM, Smeenk I, Horzinek MC,Rottier PJM, Groot RJ de. Feline coronavirus type II strains 79-1683 and 79-1146 originate from a double recombination between feline coronavirus type I and canine coronavirus. J Virol. Ame Soc Microbiol J. 1998;72(5):4508–4514.
47. Hofmann-Lehmann R, Fehr D, Grob M, ElgizoliM, Packer C, Martenson JS, O’Brien SJ, Lutz H.
    Prevalence of antibodies to feline parvovirus, calicivirus, herpesvirus, coronavirus, and immunodeficiency virus and of feline leukemia virus antigen and the interrelationship of these viral infections in freeranging lions in east Africa. Clin Diagn Lab Immunol. 1996;3(5):554–562.
48. Holzworth J. Some important disorders of cats.Cornell Vet. 1963;53:157–160.
49. Horhogea C, Lazar M. Immunohistochemicalmethods to diagnose atraumatic spleen rupture in feline infectious peritonitis of tiger (Panthera tigris). Rev Chim Buchar. 2017;68(5):1055.
50. Horzinek MC, Osterhaus AD. The virology andpathogenesis of feline infectious peritonitis. Brief review. Arch Virol. 1979;59(1–2):1–15.
51. Horzinek MC, Osterhaus ADME. Feline infectious peritonitis: a worldwide serosurvey. Am J Vet Res. 1979;40(10):1487–1492.
52. Jaimes JA, Millet JK, Stout AE, Andre´ NM, Whittaker GR. A tale of two viruses: the distinct spike glycoproteins of feline coronaviruses. Viruses. 2020; 12(1):83.
53. Jime´nez A, Sa´nchez B, Pe´rez Alenza D, Garcı´a P, Lo´pez JV, Rodriguez A, Mun˜oz A, Martı´nez F, Vargas A, Pen˜a L. Membranous glomerulonephritis in the Iberian lynx (Lynx pardinus). Vet Immunol Immunopathol. 2008;121(1–2):34–43.
54. Juan-Salle´s C, Domingo M, Herra´ez P, Ferna´ndez A, Segale´s J, Ferna´ndez J. Feline infectious peritonitis in servals (Felis serval). Vet Rec. 1998; 143(19):535–536.
55. Kennedy M, Citino S, Dolorico T, McNabb AH,Moffat AS, Kania S. Detection of feline coronavirus infection in captive cheetahs (Acinonyx jubatus) by polymerase chain reaction. J Zoo Wildl Med. 2001;
    32(1):25–30.
56. Kennedy M, Citino S, McNabb AH, Moffatt AS,Gertz K, Kania S. Detection of feline coronavirus in captive Felidae in the USA. J Vet Diagn Invest. 2002; 14(6):520–522.
57. Kennedy M, Kania S, Stylianides E, BertschingerH, Keet D, van Vuuren M. Detection of feline coronavirus infection in southern African nondomestic felids. J Wildl Dis. 2003;39(3):529–535.
58. Kennedy MA, Moore E, Wilkes RP, Citino SB,Kania SA. Analysis of genetic mutations in the 7a7b open reading frame of coronavirus of cheetahs (Acinonyx jubatus). Am J Vet Res. 2006;67(4):627–632.
59. Ketz-Riley CJ, Ritchey JW, Hoover JP, JohnsonCM, Barrie MT. Immunodeficiency associated with multiple concurrent infections in captive Pallas’ cats (Otocolobus manul). J Zoo Wildl Med. 2003;34(3):239– 245.
60. Kipar A, Meli ML. Feline infectious peritonitis:
    still an enigma? Vet Pathol. 2014;51(2):505–526.
61. Leutenegger CM, Hofmann-Lehmann R, RiolsC, Liberek M, Worel G, Lups P, Fehr D, Hartmann M, Weilenmann P, Lutz H. Viral infections in free-living populations of the European wildcat. J Wildl Dis. 1999; 35(4):678–686.
62. Masot AJ, Gil M, Risco D, Jime´nez OM, Nu´nez˜ JI, Redondo E. Pseudorabies virus infection (Aujeszky’s disease) in an Iberian lynx (Lynx pardinus) in Spain: a case report. BMC Vet Res. 2016;13(1):6.
63. McDermid KR, Snyman A, Verreynne FJ, Carroll JP, Penzhorn BL, Yabsley MJ. Surveillance for viral and parasitic pathogens in a vulnerable African lion (Panthera leo) population in the Northern Tuli Game Reserve, Botswana. J Wildl Dis. 2017;53(1):54–61.
64. McOrist S, Boid R, Jones TW, Easterbee N,Hubbard AL, Jarrett O. Some viral and protozool diseases in the European wildcat (Felis silvestris). J Wildl Dis. 1991;27(4):693–696.
65. Meli ML, Cattori V, Martı´nez F, Lo´pez G, Vargas A, Simo´n MA, Zorrilla I, Mun˜oz A, Palomares F, Lo´pez-Bao JV, Pastor J, Tandon R, Willi B, Hofmann-Lehmann R, Lutz H. Feline leukemia virus and other pathogens as important threats to the survival of the critically endangered Iberian lynx (Lynx pardinus). PLOS ONE. 2009;4(3):e4744.
66. Meng Y, Wu P, Lu W, Liu K, Ma K, Huang L,Cai J, Zhang H, Qin Y, Sun H, Ding W, Gui L, Wu P.
    Sex-specific clinical characteristics and prognosis of coronavirus disease-19 infection in Wuhan, China: a retrospective study of 168 severe patients. PLOS Pathog. 2020;16(4):e1008520.
67. Milla´n J, Candela MG, Palomares F, Cubero MJ, Rodrı´guez A, Barral M, de la Fuente J, Almerı´a S, Leo´n-Vizcaı´no L. Disease threats to the endangered Iberian lynx (Lynx pardinus). Vet J. 2009;182(1):114– 124.
68. Millet JK, Whittaker GR. Host cell proteases: critical determinants of coronavirus tropism and pathogenesis. Virus Res. 2015;202(2015):120–134.
69. Mo X-N, Su Z-Q, Lei C-L, Chen D-F, Peng H,Chen R-C, Sang L, Wu H-K, Li S-Y. Serum amyloid A is a predictor for prognosis of COVID-19. Respirology. 2020;25(7):764–765.
70. Mochizuki M, Akuzawa M, Nagatomo H. Serological survey of the Iriomote cat (Felis iriomotensis) in Japan. J Wildl Dis. 1990;26(2):236–245.
71. Munson L. Diseases of captive cheetahs (Acinonyx jubatus): results of the cheetah research council pathology survey, 1989–1992. Zoo Biol. 1993;12(1): 105–124.
72. Munson L, Marker L, Dubovi E, Spencer JA,
    Evermann JF, O’Brien SJ. Serosurveyof viral infections in free-ranging Namibian cheetahs (Acinonyx jubatus). J Wildl Dis. 2004;40(1):23–31.
73. Murphy BG, Perron M, Bauer K, Park Y,Eckstrand C, Liepnieks M, Pedersen NC. The nucleoside analog GS-441524 strongly inhibits feline infectious peritonitis (FIP) virus in tissue culture and experimental cat infection studies. Vet Microbiol. 2018;219(2018):226–233.
74. Murray DL, Kapke CA, Evermann JF, FullerTK. Infectious disease and the conservation of freeranging large carnivores. Anim Conserv. 1999;2(4): 241–254.
75. Mwase M, Shimada K, Mumba C, Yabe J,
    Squarre D, Madarame H. Positive immunolabelling for feline infectious peritonitis in an African lion (Panthera leo) with bilateral panuveitis. J Comp Pathol. 2015;152(2–3):265–268.
76. Naidenko SV, Pavlova EV, Kirilyuk VE. Detection of seasonal weight loss and a serologic survey of potential pathogens in wild Pallas’ cats (Felis [Otocolobus] manul) of the Daurian steppe, Russia. J Wildl Dis. 2014;50(2):188–194.
77. Nicholson KL, Noon TH, Krausman PR. Serosurvey of mountain lions in southern Arizona. Wildl Soc Bull. 2012;36(3):615–620.
78. Norris JM, Bosward KL, White JD, Baral RM,Catt MJ, Malik R. Clinicopathological findings associated with feline infectious peritonitis in Sydney, Australia: 42 cases (1990–2002). Aust Vet J. 2005; 83(11):666–673.
79. O’Brien SJ, Roelke ME, Marker L, Newman A,Winkler CA, Meltzer D, Colly L, Evermann JF, Bush M, Wildt DE. Genetic basis for species vulnerability in the cheetah. Science. 1985;227(4693):1428–1434.
80. Packer C, Altizer S, Appel M, Brown E, Martenson J, O’Brien SJ, Roelke-Parker M, HofmannLehmann R, Lutz H. Viruses of the Serengeti: patterns of infection and mortality in African lions. J Anim Ecol. 1999;68(6):1161–1178.
81. Paul-Murphy J, Work T, Hunter D, McFie E,Fjelline D. Serologic survey and serum biochemical reference ranges of the free-ranging mountain lion (Felis concolor) in California. J Wildl Dis. 1994;30(2): 205–215.
82. Pedersen NC. A review of feline infectiousperitonitis virus infection: 1963–2008. J Feline Med Surg. 2009;11(4):225–258.
83. Pedersen NC, Allen CE, Lyons LE. Pathogenesisof feline enteric coronavirus infection. J Feline Med Surg. 2008;10(6):529–541.
84. Pedersen NC, Perron M, Bannasch M, Montgomery E, Murakami E, Liepnieks M, Liu H. Efficacy and safety of the nucleoside analog GS-441524 for treatment of cats with naturally occurring feline infectious peritonitis. J Feline Med Surg. 2019;21(4): 271–281.
85. Pedersen NC, Sato R, Foley JE, Poland AM.Common virus infection in cats, before and after being placed in shelters, with emphasis on feline enteric coronavirus. J Feline Med Surg. 2004;6(2):83–88.
86. Pen˜a L, Garcia P, Jime´nez MA´ , Benito A, Alenza MDP, Sa´nchez B. Histopathological and immunohistochemical findings in lymphoid tissues of the endangered Iberian lynx (Lynx pardinus). Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2006;29(2):114–126.
87. Persky ME, Jafarey YS, Christoff SE, MaddoxDD, Stowell SA, Norton TM. Tick paralysis in a freeranging bobcat (Lynx rufus). J Am Vet Med Assoc.
    2020;256(3):362–364.
88. Pfeifer ML, Evermann JF, Roelke ME, GallinaAM, Ott RL, McKeirnan AJ. Feline infectious peritonitis in a captive cheetah. J Am Vet Med Assoc. 1983; 183(11):1317–1319.
89. Philippa JDW, Leighton FA, Daoust PY, NielsenO, Pagliarulo M, Schwantje H, Shury T, Van Herwijnen R, Martina BEE, Kuiken T, Van de Bildt MWG, Osterhaus ADME. Antibodies to selected pathogens in free-ranging terrestrial carnivores and marine mammals in Canada. Vet Rec. 2004;155(5):135–140.
90. Quigley KS, Evermann JF, Leathers CW, Armstrong DL, Goodrich J, Duncan NM, Miquelle DG. Morbillivirus infection in a wild Siberian tiger in the Russian Far East. J Wildl Dis. 2010;46(4):1252–1256.
91. Ramsauer S, Bay G, Meli M, Hofmann-Lehmann R, Lutz H. Seroprevalence of selected infectious agents in a free-ranging, low-density lion population in the Central Kalahari Game Reserves in Botswana. Clin Vaccine Immunol. 2007;14(6):808–810.
92. Rao AT, Acharjyo LN. Etiopathology of mortality in Indian lesser cats at Nandankanan Biological Park. Indian Vet J. 1994;71(6):550–553.
93. Redford T, Al-Dissi AN. Feline infectious peritonitis in a cat presented because of papular skin lesions. Can Vet J. 2019;60(2):183–185.
94. Riad A, Kassem I, Hockova B, Badrah M,Klugar M. Tongue ulcers associated with SARS-CoV2 infection: a case series. Oral Dis. 2020. doi:10.1111/ odi.13635
95. Riley SPD, Foley J, Chomel B. Exposure tofeline and canine pathogens in bobcats and gray foxes in urban and rural zones of a national park in
    California. J Wildl Dis. 2004;40(1):11–22.
96. Robert N, Walzer C. Pathological disorders incaptive cheetahs. In: Vargas A, Breitenmoser-Wu¨rsten C, Breitenmoser U (eds.). Conservacio´n ex situ del Lince Ibe´rico : un enfoque multidisciplinar [Iberian Lynx ex situ conservation : an interdisciplinary approach]. Madrid (Spain): Fundacio´n Biodiversidad/ IUCN Cat Specialist Group; 2009. p. 265–272.
97. Roelke M, Forrester D, Jacobson E, Kollias G,Scott F, Barr M, Evermann J, Pirtle E. Seroprevalence of infectious disease agents in free-ranging Florida panthers (Felis concolor coryi). J Wildl Dis. 1993;29(1): 36–49.
98. Roelke ME, Johnson WE, Milla´n J, Palomares F, Revilla E, Rodrı´guez A, Calzada J, Ferreras P, Leo´nVizcaı´no L, Delibes M, O’Brien SJ. Exposure to disease agents in the endangered Iberian lynx (Lynx pardinus). Eur J Wildl Res. 2008;54(2):171–178.
99. Rottier PJM, Nakamura K, Schellen P, VoldersH, Haijema BJ. Acquisition of macrophage tropism during the pathogenesis of feline infectious peritonitis is determined by mutations in the feline coronavirus spike protein. J Virol. 2005;79(22):14122–14130.
100. Ryser-Degiorgis M, Hofmann-Lehmann R,Leutenegger CM, Segerstad CH, Morner T, Mattsson R, Lutz H. Epizootiologic investigations of selected infectious disease agents in free-ranging Eurasian lynx from Sweden. J Wildl Dis. 2005;41(1):58–66.
101. Scaglione FE, Biolatti C, Pregel P, Berio E,Cannizzo FT, Biolatti B, Bollo E. A survey on zoo mortality over a 12-year period in Italy. PeerJ. 2019;7: e6198.
102. Schmidt-Posthaus H, Breitenmoser-Wu¨rsten C, Posthaus H, Bacciarini L, Breitenmoser U. Causes of mortality in reintroduced Eurasian lynx in Switzerland. J Wildl Dis. 2002;38(1):84–92.
103. Schmitt AC, Reischak D, Clavac CL, MonforteCHL, Couto FT, Almeida ABPF, Santos DGG, Souza L, Alves C, Vecchi K. Infecca˜o pelos vı´rus da leucemia felina e da peritonite infecciosa felina em felı´deo selvagem de vida livre e de cativeiro da regia˜o do Pantanal matogrossense. [Feline leukaemia and feline peritonitis virus infection in captive and wildcats from Mato Grosso swamp region]. Acta Sci Vet. 2003;31(3): 185–188.
104. Schrader GM, Whiteside DP, Slater OM, BlackSR. Conservative management of pyothorax in an Amur tiger (Panthera tigris altaica). J Zoo Wildl Med. 2012;43(2):425–429.
105. Spencer JA. Lack of antibodies to coronaviruses in a captive cheetah (Acinonyx jubatus) population. J S Afr Vet Assoc. 1991;62(2):124–125.
106. Spencer JA. Survey of antibodies to felineviruses in free-ranging lions. South Afr J Wildl Res, 1991;21(2):59–61.
107. Srivastav A, Chakrabarty B. Seasonal distribution of deaths of tigers (Panthera tigris) in Indian zoos. Zoos Print J. 2002;17(3):741–743.
108. Stephenson N, Swift P, Moeller RB, Worth SJ,Foley J. Feline infectious peritonitis in a mountain lion (Puma concolor), California, USA. J Wildl Dis. 2013; 49(2):408–412.
109. Stidworthy MF, Lewis JCM, Penderis J, PalmerAC. Progressive encephalomyelopathy and cerebellar degeneration in a captive-bred snow leopard (Uncia uncia). Vet Rec. 2008;162(16):522–524.
110. Stout AE, Andre´ NM, Jaimes JA, Millet JK, Whittaker GR. Coronaviruses in cats and other companion animals: where does SARS-CoV-2/COVID-19 fit? Vet Microbiol. 2020;247:108777. doi:10.1016/j. vetmic.2020.108777
111. Terio KA, O’Brien T, Lamberski N, FamulaTR, Munson L. Amyloidosis in black-footed cats (Felis nigripes). Vet Pathol. 2008;45(3):393–400.
112. Terio KA, Walzer ME, Schmidt-Kuntzel A,Marker L, Citino S. Diseases impacting captive and free-ranging cheetahs. In: Marker L, Boast, LK, Schmidt-Kuntzel A. Cheetahs: biology and conservation. Biodiversity of the world: conservation from genes to landscapes. Cambridge (MA): Academic Press; 2018. p. 349–364.
113. Thalwitzer S, Wachter B, Robert N, Wibbelt G,Mu¨ller T, Lonzer J, Meli ML, Bay G, Hofer H, Lutz H. Seroprevalences to viral pathogens in free-ranging and captive cheetahs (Acinonyx jubatus) on Namibian farmland. Clin Vaccine Immunol. 2010;17(2):232–238.
114. 114. Tresnan DB, Levis R, Holmes KV. Feline aminopeptidase N serves as a receptor for feline, canine, porcine, and human coronaviruses in serogroup I. J Virol. 1996;70(12):8669–8674.
115. Trinkel M, Cooper D, Packer C, Slotow R.
     Inbreeding depression increases susceptibility to bovine tuberculosis in lions: an experimental test using an inbred-outbred contrast through translocation. J Wildl Dis. 2011;47(3):494–500.
116. Truyen U, Stockhofe-Zurwieden N, KaadenOR, Pohlenz J. A case report: encephalitis in lions. Pathological and virological findings. Dtsch Tierarztl Wochenschr. 1990;97(2):89–91.
117. Tuch K, Witte KH, Wu¨ller H. Feststellung der Felinen Infektio¨sen Peritonitis (FIP) bei Hauskatzen und Leoparden in Deutschland [Determination of feline infectious peritonitis (FIP) in domestic cats and leopards in Germany]. J Vet Med B Infect Dis Vet
     Public Health. 1974;21(6):426–441.
118. Uhart MM, Rago MV, Marull CA, Ferreyra Hdel V, Pereira JA. Exposure to selected pathogens in Geoffroy’s cats and domestic carnivores from central Argentina. J Wildl Dis. 2012;48(4):899–909.
119. Van Rensburg IB, Silkstone MA. Concomitantfeline infectious peritonitis and toxoplasmosis in a cheetah (Acinonyx jubatus). J S Afr Vet Assoc. 1984; 55(4):205–207.
120. Walzer C, Ku¨bber-Heiss A, Gelbmann W, Suchy A, Weissenblo¨ck H. Acute hind limb paresis in Cheetah (Acinonyx jubatus) cubs. In: Proc Eur Assoc Zoo Wildl Vet; 1998. p. 267–274.
121. Walzer C, Url A, Robert N, Ku¨bber-Heiss A, Nowotny N, Schmidt P. Idiopathic acute onset myelopathy in cheetah (Acinonyx jubatus) cubs. J Zoo Wildl Med. 2003;34(1):36–46.
122. Wang L, Mitchell PK, Calle PP, Bartlett SL,McAloose D, Killian ML, Yuan F, Fang Y, Goodman LB, Fredrickson R, Elvinger F, Terio K, Franzen K, Stuber T, Diel DG, Torchetti MK. Complete genome sequence of SARS-CoV-2 in a tiger from a U.S. zoological collection. Microbiol Resour Announc. 2020;9(22):e00468–20.
123. Wang Y, Su B, Hsieh L, Chueh L. An outbreakof feline infectious peritonitis in a Taiwanese shelter: molecular and epidemiological evidence for horizontal transmission of a novel type II feline coronavirus. Vet Res. 2013;44(1):57.
124. Watt NJ, MacIntyre NJ, McOrist S. An extended outbreak of infectious peritonitis in a closed colony of European wildcats (Felis silvestris). J Comp Pathol. 1993;108(1):73–79.
125. Weiss RC, Scott FW. Antibody-mediated enhancement of disease in feline infectious peritonitis: comparisons with dengue hemorrhagic fever. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 1981;4(2):175–189.
126. Zook BC, King NW, Robison RL, McCombs
     HL. Ultrastructural evidence for the viral etiology of feline infectious peritonitis. Pathol Vet. 1968;5(1):91– 95.